内毒素是革兰氏阴性菌外膜的复杂糖脂质类物质，主要是由特异性O抗原、核心多糖和类脂A三部分组成，类脂A是内毒素的主要活性部分和毒力中心[1]。内毒素分子嵌入细菌外膜时无毒，但被释放进入血液后，其类脂A部分可被免疫系统的TLR4/MD-2受体识别，引发免疫级联反应。如果不加以控制，这种级联反应可导致低血压、血管内凝血和多器官衰竭，这为严重脓毒症和感染性休克的特征[2, 3]。血液中内毒素水平与感染严重程度相关，因此在感染的早期阶段有效的检测内毒素水平可降低脓毒症发病率和死亡率。
传统的内毒素检测方法有鲎试剂法、银染法和免疫法。鲎试剂法可操作性强、易于推广和标准化，是目前应用最为广泛的内毒素检测方法，但鲎试剂法的检测周期长，且鲎是国家二级保护动物，所以鲎试剂来源受到一定限制[4~6]。银染法检测内毒素是一种操作过程比较简单、经济有效的方法，但由于检测过程中用到重金属银离子，可能对生态环境造成不利影响[7]。免疫学方法检测具有很强的特异性和灵敏性，但其检测过程操作繁琐、成本昂贵且高度依赖酶，受外界环境影响较大。核酸适配体是在体外通过指数富集的配体系统进化技术(SELEX)筛选得到的单链寡核苷酸(DNA或RNA)[8, 9]，其可通过芳环堆积、静电力、范德华力或氢键对靶分子进行高特异性识别和高亲和力结合[10, 11]。适配体易于合成和修饰，具有较高的特异性和热稳定性、靶向性范围广以及成本低等优点[12]。如今核酸适配体可与多种生物传感的方法相结合，如与比色法[13]、荧光法[14]、光电分析法、电化学法[15]相结合，构建高效的生物传感器[16~19]。
核酸适配体与金纳米粒子(AuNPs)相结合形成的比色分析技术由于具有结果稳定可靠、操作简单快速、灵敏高、靶向性强的优点，近年来发展迅速。目前，基于核酸适配体的AuNPs比色传感分析技术已经可以用来检测食品中的金属离子[20]、生物毒素[21]和小分子[22]等污染因子。核酸适配体与AuNPs相结合形成的比色分析方法主要分为两种，一是以AuNPs作为比色指示剂，具有特异性识别功能的适配体为传感探针，通过改变AuNPs聚集程度而使其产生颜色的变化[23]。二是利用AuNPs的过氧化物模拟酶活性催化H2O2产生自由基氧化3, 3′, 5, 5′-四甲基联苯胺(TMB)，生成蓝色氧化产物(oxTMB)为原理达到检测的目的[24]。第一种方法操作相对比较简便，但是依靠AuNPs的聚集显色导致其抗干扰能力比较弱，尤其在检测血清等复杂生物样品时有可能会出现假阳性结果。
基于以上分析，本文以建立简单、灵敏、抗干扰的内毒素快速分析技术为目标，以大肠杆菌O55:B5内毒素(以下统称为LPS)为代表性靶目标物，以AuNPs催化H2O2氧化TMB比色分析为基础，以LPS特异性适配体为传感探针，构建了基于核酸适配体、纳米金过氧化物酶活性的比色传感分析技术，且更改特异性适配体探针可用于其他细菌内毒素的检测。在磁珠表面修饰上AuNPs，然后通过Au-S键的作用将适配体固定在AuNPs上，进而赋予本生物传感器特异性捕捉细菌内毒素的能力。基于磁珠超顺磁性的磁分离清洗，增强了本生物传感器的抗干扰能力，在检测诸如血清等复杂生物组分中细菌内毒素时依然是可信的适体平台。其抗血清干扰能力在临床的快速可视化检测方面具有诱人的前景。
磁珠(Magnetic beads，MB，苏州海狸生物有限公司)，表面修饰有羟基；大肠杆菌O55:B5内毒素(Sigma-Aldrich公司)；3, 3′, 5, 5′-四甲基联苯胺(TMB，纯度99.5%，Sigma-Aldrich公司)；氯金酸(Alfa Aesar公司)；其他试剂均为市售分析纯级。实验用水均为超纯水(18.2MΩ·cm)。内毒素适配体(APT)序列[33]由生工生物工程(上海)股份有限公司合成，序列如下：5′-TTTTTTTTTTTTTTTAGCAATTGGTCCTCGCTTAGCTTCTACGGTGGGCTATCT-3′(5′端修饰有巯基)。
使用UV-8000紫外-可见分光光度计(上海元析仪器有限公司)测得紫外-可见吸收光谱；用SU8220场发射扫描电镜(日本电子公司)对探针进行SEM表征，且样品均未喷金；所有光学照片均使用佳能600 D数码相机拍摄。
采用柠檬酸盐还原法制备带负电的AuNPs[25]。具体步骤如下：200mL浓度为250μmol/L的氯金酸溶液在搅拌下加热至沸腾，迅速加入4mL 340μmol/L的柠檬酸三钠溶液。在剧烈搅拌下，溶液保持加热6~8 min，直到体系颜色变成酒红色。制得的AuNPs溶液于4℃避光保存备用。利用SEM观察AuNPs的形貌。用紫外可见分光光度计测量AuNPs溶液在400~700 nm的吸收光谱。根据朗伯比尔定律计算AuNPs的浓度。
图 1(a)为磁珠-纳米金-适配体生物传感器的构筑示意图，其具体过程如下。采用柠檬酸盐还原法合成浓度为2nmol/L的AuNPs溶液。取200μL MB溶液进行洗涤处理，经重复振荡、磁分离、PBS洗涤，最终保留MB沉淀。取10mL AuNPs溶液与MB沉淀混合，37℃孵育30min，取混合溶液经以上洗涤处理，最终获得MB-AuNPs沉淀。将MB-AuNPs与10mL 100nmol/L的APT混合孵育16h。之后将10mL 1%的BSA与MB-AuNPs-APT沉淀充分混合，37℃孵育2h，封闭MB-AuNPs-APT上有可能存在的未知活性位点，经洗涤处理，除去未结合的BSA，可得到MB-AuNPs-APT生物探针沉淀，将其分散在10mL PBS中，保存备用。
将200μL构建生物探针过程中不同阶段的产物(裸MB、MB-AuNPs、MB-AuNP-APT、MB-AuNP-APT-LPS)分别与200μL 0.3mg/mL的TMB溶液、250μL 0.1mol/L的H2O2溶液、100μL乙酸缓冲液(pH=4，0.2mol/L)、250μL去离子水的混合溶液进行混合，构成总体积为1000μL的反应体系，将其于37℃反应30min。磁分离、取上清，检测反应溶液在400~800nm范围内吸收光谱，研究其过氧化物酶活性。
图 1(b)为MB-AuNPs-APT生物探针检测LPS的示意图，其具体过程为：取100μL LPS溶液与900μL MB-AuNPs-APT生物探针溶液均匀混合，于37℃孵育30min，裸眼观察溶液颜色变化，并用相机记录。随后，经磁分离取200μL上清溶液记录其在650nm处的紫外吸收值。配制不同浓度(0、0.0001、0.001、0.01、0.1、1、10 ng/mL)的LPS标准工作溶液，建立ΔA650(与空白样品差值)与LPS浓度的标准曲线。
配制0.1ng/mL的大肠杆菌O55:B5以及100ng/mL的大肠杆菌O111:B4、鼠伤寒沙门氏菌、克雷伯氏菌和绿脓杆菌的内毒素溶液，按照以上内毒素检测方法进行检测，比较其ΔA650，研究MB-AuNPs-APT生物探针的选择性能。采用相同的检测方法，在0.1ng/mL的大肠杆菌O55:B5待检测液中分别加入不同的干扰性物质，初步探究本实验体系的抗单一物质干扰能力。选择的干扰性物质主要有葡萄糖、精氨酸、组氨酸、甘氨酸、胆固醇以及K+、Na+，其浓度均为为100ng/mL。
在浓度为0.1ng/mL的LPS溶液中加入不同浓度的胎牛血清(0.1%、1%、10%和50%)，按照相同的内毒素检测方法进行检测，比较其ΔA650，用来探究本实验体系的抗血清干扰能力。
将制备好的生物探针于4℃保存，每天固定时间取200μL生物探针对事先配好的0.1ng/mL的LPS进行检测，比较其A650，衡量其稳定性。
将胎牛血清溶液与不同浓度内毒素溶液混合，混合溶液中胎牛血清浓度为50%，内毒素浓度分别是0.05、20和100 ng/mL。经以上检测方法检测血清溶液中内毒素的含量，评估该生物传感器在实际血清样品中的检测性能。
紫光吸收光谱结果(图 2(a))表明，AuNPs体系在波长523nm左右处存在比较宽的吸收带，这对应于AuNPs的表面等离子体带[26]，表明AuNPs的形成。由图 2(b)的透射电镜结果可知，所合成的AuNPs的直径范围为27.5±7.4nm，且为分散状态较好、大小比较均匀的球形纳米颗粒。已知AuNPs的消光系数为3.0×109L·mol-1·cm-1[27]，应用朗伯比尔定律计算可得AuNPs的浓度为0.2nmol/L。
磁珠是琼脂糖包裹的四氧化三铁磁性颗粒，由于其良好的表面效应、一定的生物相容性、表面超强的可修饰性，使磁珠在生物领域备受关注。如图 3(a)、3(b)，通过宏观和微观两种方式比较磁珠被AuNPs修饰前后的差异。从图 3(a)、3(b)插图中可以看到，未修饰AuNPs的裸磁珠溶液呈现灰黑色，经过纳米金修饰后，溶液颜色变为紫红色。在显微镜下观察磁珠修饰前后的形貌特征变化，磁珠修饰前(图 3(a))其琼脂糖部分为无色透明；经AuNPs修饰后(图 3(b))磁珠无色透明部分变为紫红色。AuNPs颜色依直径大小呈红色至紫色分布。因此，宏观上溶液颜色变为紫红色和微观上磁珠颜色变为紫红色，均显示AuNPs被修饰在磁珠上。
通过扫描电镜研究适配体修饰的生物探针表面特征。如图 3(c)所示，该适配体修饰的生物探针整体呈现球状颗粒，直径约30μm，这和本实验体系所使用的磁珠尺寸大小吻合。磁珠外表面呈现无规则的沟壑状结构，此为包裹在四氧化三铁外围的琼脂糖结构。进一步放大生物探针的表面(图 3(d)、3(e))，可看到琼脂糖所形成的无规则沟壑结构中含有球状小颗粒，对沟壑中的球状颗粒进行分析统计，其直径为20~35 nm，这与本实验体系通过柠檬酸还原法合成的AuNPs直径一致，故沟壑结构中球状小颗粒填充物应为结合在磁珠表面的AuNPs。
对MB-AuNPs-APT表面进行元素分析，进一步研究生物探针的构成。红色表示N元素，绿色表示P元素，黄色表示S元素，蓝色表示Au元素。如图 3(g)所示，生物探针表面富含大量Au元素，这是由于大量的AuNPs通过磁性吸附作用结合在了磁珠表面。图 3(f)、3(h)、3(i)表明生物探针表面富含S、N、P，这是由于APT适配体通过Au-S键的作用结合在AuNPs表面，且APT适配体是人工合成的单链寡核苷酸序列，其富含含氮碱基、含磷磷酸基团，并且在5′端修饰有巯基。
图 3(j)为AuNPs催化H2O2氧化TMB的机理图。在本实验建立的催化显色反应体系中，H2O2在水中能电离产生过氧根孤对电子，且AuNPs中的Au核外电子轨道有空轨道容易配位过氧根；在弱酸环境中，过氧根的O-O键可断裂形成羟自由基(·OH)，导致AuNPs周围·OH局部浓度增高[28]，从而能够催化H2O2氧化TMB，体现出其过氧化物模拟酶活性[29, 30]。如图 4，裸磁珠过氧化物酶活性最低(曲线a)，这归因于磁性纳米材料理化性质的稳定性，本身具有较弱的过氧化物酶活性[31]。MB-AuNPs的过氧化物酶活性最强(曲线b)，这是由于AuNPs本身具有较强的过氧化物酶性能，因此赋予了MB-AuNPs体系的优秀过氧化物酶活性[32]。当在MB-AuNPs继续修饰上APT以及捕获LPS形成MB-AuNPs-APT、MB-AuNPs-APT-LPS时，其过氧化物酶活性逐渐降低(曲线c、d)，这是由于APT的附着和LPS的捕捉为生物探针带来了大量的空间位阻，导致AuNPs周围H2O2产生的·OH局部浓度降低，进而抑制AuNPs的过氧化物酶活性。
a: MB; b: MB@AuNP; c: MB@AuNP-APT1; d: MB@AuNP-APT1-内毒素(1ng/mL)；插图：4种不同阶段产物催化TMB样品溶液
在上述实验条件下，建立了MB-AuNPs-APT比色生物传感法定量检测LPS的方法。如图 5(a)所示，随着LPS的浓度逐渐升高，导致生物探针过氧化物酶活性逐渐降低，反应溶液颜色由蓝色逐渐变为接近于无色，溶液在650nm处的紫外吸收值逐渐降低，且LPS浓度范围为0.1~100ng/mL时，ΔA650与LPS浓度呈良好线性关系(图 5(b))，线性方程为ΔA650=0.127lgc+0.516(R2=0.9982)，检测限为0.402ng/mL(S/N=3)，具有较高灵敏度。
研究MB-AuNPs-APT比色生物传感法定量检测LPS的选择性和抗干扰性。采用单一变量的方法，在以上相同的实验条件下，用0.1ng/mL的大肠杆菌O111:B4内毒素分别与100ng/mL的鼠伤寒沙门氏菌内毒素、克雷伯氏菌内毒素、绿脓杆菌内毒素进行对比实验。如图 5(c)所示，与大肠杆菌O55:B5内毒素明显的650nm吸收值变化相比，其他种类内毒素ΔA650值只是略增。如图 5(d)所示，所加入的干扰性物质对本检测体系并没有实质性的干扰作用，说明本检测体系抗单一物质干扰能力较强。
采用在浓度为0.1ng/mL的LPS溶液加入不同浓度的胎牛血清进行对比实验，如图 6(a)所示，与无胎牛血清的LPS溶液(A=0.5)相比，含有50%胎牛血清的溶液在650nm处的吸收值(A=0.57)仅仅上升了0.07，Δc=0.001ng/mL，如此优秀的抗血清能力在其他检测体系中并不常见。这是因为本检测体系的核心之处在于适配体与内毒素之间的特异性识别和结合，传统存在的干扰类物质在实际检测中无法与AuNPs表面修饰的核酸适配体产生反应，且经磁分离过后会大大减少干扰性物质的量，因此本实验体系具有优秀的抗血清干扰能力。
综上结果表明，MB-AuNPs-APT比色生物传感法定量检测LPS具有良好的选择性、特异性和优秀的抗血清干扰能力。
如图 6(b)所示，用制备好的生物探针连续7天对0.1ng/mL的细菌内毒素进行检测，其第7天紫外信号输出值依旧可以维持到88%，因此，此传感器具有良好的稳定性。
为了验证MB-AuNPs-APT比色生物传感法检测LPS的可靠性，采用以上实验方法对血清样品进行检测，将检测结果与金标准鲎试剂法进行对比。用50%胎牛血清进行LPS加标回收实验，加标水平为0.05、20、100 ng/mL。如表 1所示，基于MB-AuNPs-APT比色生物传感法检测LPS加标回收率为99.59%~112.00%，相对标准偏差为4.26%~6.92%，与鲎试剂法相比具有相当的准确性。上述实验结果表明，本文所建立的比色传感生物检测方法具有极强的抗血清干扰能力，在血清样品中定量检测LPS的结果令人满意，该方法为临床快速检测LPS开辟了一条新途径。
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| 加标量/(ng/mL) | 检测量/(ng/mL) | 回收率/% | 相对标准偏差/% | 鲎试剂法检测量/(ng/mL) |
| 0.05 | 0.056 | 112.00 | 6.92 | 0.049 |
| 20 | 20.42 | 102.10 | 5.59 | 19.97 |
| 100 | 99.59 | 99.59 | 4.26 | 99.88 |
本研究基于AuNPs比色传感技术建立了基于MB-AuNPs-APT探针定量检测LPS的方法，在浓度为50%的血清干扰下，依然能维持较高的准确性。在实验条件下，MB-AuNPs-APT比色生物传感法定量检测样品溶液中LPS的检测限为0.402ng/mL，线性检测范围为0.1~100 ng/mL。该方法具有的选择性和灵敏性高、抗干扰能力强的特点，其操作简便，还可通过裸眼观察定性分析，接下来的发展方向是探索将本实验体系仪器化，用于快速的现场检测。
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图 1 (a) 磁珠-纳米金-适配体生物传感器的构筑过程及其检测内毒素的检测过程(b)
Figure 1 (a) The construction process of the magnetic bead-AuNPs-aptamer biosensor and its detection process for endotoxin detection (b)
图 2 纳米金的紫外吸收谱(a)及SEM图像(b)
Figure 2 Ultraviolet absorption spectrum (a) and SEM image (b) of AuNPs
图 3 磁珠被纳米金修饰前(a)后(b)的显微镜照片(插图：磁珠被纳米金修饰前后的实物照片)；生物探针的SEM照片：(c) 2500倍、(d) 20000倍、(e)50000倍；生物探针的元素分析表征：(f)S元素、(g)Au元素、(h)N元素、(i)P元素；(j)：纳米金催化H2O2氧化TMB的机理图
Figure 3 Microscopic photos of magnetic beads before (a) and after (b) modified with AuNPs, inset: physical photos of magnetic beads before and after being modified with AuNPs; SEM photos of biological probes: (c) 2500 times, (d) 20000 Times, (e) 50000 times; elemental analysis and characterization of biological probes: (f) S element, (g) Au element, (h) N element, (i) P element; (j): AuNPs catalyzed H2O2 oxidation of TMB Mechanism diagram
图 4 构筑生物探针的不同阶段产物催化TMB的吸收光谱
Figure 4 The absorption spectra of TMB catalyzed by the products at different stages of constructing biological probes
a: MB; b: MB@AuNP; c: MB@AuNP-APT1; d: MB@AuNP-APT1-内毒素(1ng/mL)；插图：4种不同阶段产物催化TMB样品溶液
图 5 (a) 纳米探针检测不同浓度(从a到g浓度依次为：0、0.1pg/mL、1pg/mL、10pg/mL、0.1ng/mL、1ng/mL和10ng/mL)内毒素的吸收光谱(插图：不同浓度内毒素催化TMB样品溶液)；(b)吸收强度变化信号与内毒素浓度对数的线性关系；(c)不同革兰氏阴性菌中内毒素的ΔA650响应，误差线为标准差；(d)纳米探针检测体系的抗干扰性，误差线为标准差
Figure 5 (a) Colorimetric probes were used to detect the absorption spectra of endotoxin at different concentrations(The concentrations from a to g are 0, 0.1 pg/mL, 1 pg/mL, 10 pg/mL, 0.1ng/mL, 1ng/mL, and 10ng/mL); Inset: different concentrations of endotoxin catalyzed TMB sample solutions. (b) The linear relationship between the signal of absorption intensity and the logarithm of endotoxin concentration. (c) ΔA650 of endotoxin in different gram-negative bacteria responded, bars donate S.D. (d) The anti-interference property of the nanoprobe detection system, bars donate S.D.
图 6 (a) 封闭位点后不同浓度胎牛血清对检测内毒素(0.1ng/mL)影响的光谱图(a~e胎牛血清的浓度分别为：50%、10%、1%、0.1%和0)；(b)生物探针连续7天对0.1ng/mL细菌内毒素进行检测的A650(第1~7天的A650分别为0.5061、0.4891、0.4852、0.4798、0.4599、0.4564、0.4472，误差线为标准差)
Figure 6 (a)Spectrogram of the influence of fetal calf serum of different concentrations on the detection of endotoxin (0.1ng/mL) after the closed site (fetal calf serum concentrations from a to e were: 50%, 10%, 1%, 0.1% and 0, respectively); (b) A650 that detects bacterial endotoxin at 0.1ng/mL for seven consecutive days, the A650 from the first day to the seventh day are 0.5061, 0.4891, 0.4852, 0.4798, 0.4599, 0.4564, 0.4472 respectively, bars donate S.D
表 1 在50%胎牛血清中测定内毒素
Table 1. Endotoxin assay in 50% fetal calf serum
| 加标量/(ng/mL) | 检测量/(ng/mL) | 回收率/% | 相对标准偏差/% | 鲎试剂法检测量/(ng/mL) |
| 0.05 | 0.056 | 112.00 | 6.92 | 0.049 |
| 20 | 20.42 | 102.10 | 5.59 | 19.97 |
| 100 | 99.59 | 99.59 | 4.26 | 99.88 |
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